果胶广泛分布于水果、蔬菜等植物中，未成熟果实内的原果胶在细胞壁内与纤维素和半纤维素结合在一起[1]，不溶于水。当果实成熟时，原果胶变为可溶性果胶[2]，能溶于水，但不溶于乙醇和乙醚。新鲜水果、植物的根、叶和绿茎中果胶含量特别丰富，由于含有亲水基团，果胶与水有强大的结合力，是有力的凝胶化剂，广泛应用于食品、制药和化妆品等行业[3]。要从植物中分离出天然果胶难度大，因此，传统的果胶定量测定都采用间接方法， 以测定果胶水解后生成的各种产物的含量为基础，然后转换为果胶含量主要有重量法、容量法、比色法[4-6]。近年来，又陆续出现了高效液相色谱法（HPLC）[7]、气相色谱法（GC）[8]、流动分析法[9]等。其中重量法操作繁冗、不稳定、回收率低，容量法测定时，若样品中有颜色则不容易确定滴定终点，应用范围也受到限制，而HPLC、GC 和流动分析法都要求用特定的检测仪器， 并且运行成本较高。目前，已有关于比色法对果胶含量进行测定的研究报道[10-11]，但没有针对水果及其制品中果胶的测定方法标准。我们按照国家有关测定方法标准的要求，对测定和显色条件进行了试验，以期为制定水果及其制品中果胶物质的测定方法标准提供科学依据。
1 材料和方法
1.1 材料
标准物质：半乳糖醛酸（分析纯）。
试验样品：香蕉；猕猴桃；桃；甜樱桃；橙汁；葡萄汁。
试剂：无水乙醇（优级纯）；氢氧化钠（分析纯）；**（优级纯，与咔唑-无水乙醇溶液不应产生颜色反应）；咔唑（分析纯）。
仪器：水浴振荡器；离心机；分光光度计。
1.2 方法
1.2.1 方法原理用无水乙醇沉淀试样中的果胶，在碱性条件下，经水解后生成半乳糖醛酸，后者在**中与咔唑试剂发生缩合反应，生成紫红色络合物，该络合物在525 nm 处有最大吸收，其吸收值与果胶含量成正比，以半乳糖醛酸为标准物质，标准曲线法定量。
1.2.2 样品预处理称取1.0 g~5.0 g（精确至0.001g）试样于50 mL 刻度离心管中，加入少量滤纸屑，再加入35 mL 约75 ℃的无水乙醇， 在85 ℃水浴振荡器中加热10 min，充分振荡。冷却，再加无水乙醇使总体积接近50 mL， 在4 000 r·min-1 的条件下离心15 min，弃去上清液。在85 ℃水浴中用67%乙醇溶液洗涤沉淀，离心分离，弃去上清液，此步骤反复操作，直至上清液中不再产生糖的穆立虚反应为止，保留果胶沉淀A。同时做试剂空白试验。
1.2.3 果胶提取液的制备将果胶沉淀A 用去离子水全部洗入100 mL 容量瓶中。加入1.0 mol·L-1 氢氧化钠溶液5.0 mL，用水稀释至刻度，混匀。至少放置15 min，并不时摇荡。过滤，保留滤液B，用于比色测定。
1.2.4 标准系列配制以1 000 mg·L-1 的半乳糖醛酸溶液为标准储备溶液， 制备系列质量浓度为0.0、20.0、40.0、60.0、80.0、100.0、120.0 mg·L-1 的标准使用溶液。
1.2.5 测定移取1.0 mL 滤液B 于25 mL 玻璃试管中。另分别移取1.0 mL 各个浓度的半乳糖醛酸标准系列溶液于玻璃试管中。于试样及标准溶液中各加入0.25 mL 0.1%咔唑-无水乙醇溶液，产生白色絮状沉淀，不断摇动试管，再快速加入5.0 mL **。立刻将试管放入85 ℃水浴振荡器内加热20 min，取出后放入自来水浴中使之迅速冷却，在1.5 h 时间内用分光光度计在525 nm 波长处测量其吸光度，绘制标准曲线比较定量（按上述方法同时做空白试验，用空白调0）。
1.2.6 结果计算样品中果胶含量以半乳糖醛酸质量分数ω 计，单位为g·kg-1，按公式（1）进行计算：
式中： ρ—滤液B 中半乳糖醛酸质量浓度， 单位为mg·L-1；V—果胶沉淀A 定容体积， 单位为mL；m—试样质量，单位为g。
1.3 显色条件试验
设吸收波长（360~700 nm）、0.1%咔唑-无水乙醇溶液用量（0.0~1.0 mL）、**用量（1.0~9.0 mL）、显色温度（40~100 ℃）、显色时加热时间（0~40 min）、冷却方式（室温自然冷却、自来水浴快速冷却）、显色后稳定时间（0~105 min）等为显色条件试验。
1.4 准确度与精密度试验
以香蕉、猕猴桃、桃、甜樱桃、橙汁、葡萄汁等为试材，对方法的准确度与精密度进行研究。
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